上一节的二维凝胶把蛋白质组展开为胶面上的离散斑点，但斑点只提供位置与表观分子量，身份问题并未解决；要把"看见蛋白"推进到"认出蛋白"，需要一台能直接称量分子的仪器。质谱正是这样一台分子天平：把分子变为气相离子，在电场乃至磁场的作用下测量其运动，从而读出质量。本节先建立仪器层面的共同框架——离子源、质量分析器与检测器的三段式结构（5.3.1）；随后讨论两种互补的软电离方法，即基质辅助激光解吸电离与飞行时间称量（5.3.2）、电喷雾电离与多电荷现象（5.3.3）；再进入串联质谱，说明肽段如何在碰撞中碎裂为可读的 b/y 离子阶梯（5.3.4）；最后交代为质谱准备样品的化学规则——酶切、还原与烷基化（5.3.5）。质量数据如何转化为蛋白质身份，留待下一节（Gibson & Muse, 2009）。
5.3.1 仪器结构的三段论：离子源、质量分析器与检测器
质谱(mass spectrometry, MS)的输出是一张质谱图：横轴为离子的质荷比(mass-to-charge ratio, m/z)，纵轴为离子强度（丰度）。无论机型如何变化，一台质谱仪总可以拆解为依次衔接的三段，构成一条"制造离子—分离离子—记录离子"的流水线：
- 离子源(ion source)：把中性的样品分子变成气相离子。这一步同时完成两件原本极难并存的事——让分子离开液相或固相进入气相，并让它带上电荷；对生物大分子而言，还必须在此过程中基本保持分子完整，这正是"软电离"（5.3.2、5.3.3）命名的由来。
- 质量分析器(mass analyzer)：按 m/z 把离子在空间、时间或频率域上分开。飞行时间、四极杆、离子阱与 Orbitrap 是四类代表（表 5.3-1），它们的物理原理各异，性能量级也各擅胜场。
- 检测器(detector)：把离子的到达转换为电信号并计数。常用电子倍增器或微通道板逐个放大离子撞击产生的电子 cascade；Orbitrap 一类傅里叶变换仪器则测量感应电极上的镜像电流，经傅里叶变换得到振荡频率谱。
质荷比 m/z。离子质量（以道尔顿 Da 计，1 Da ≈ 1.6605×10⁻²⁷ kg）与所带元电荷数 z 之比，可理解为"每单位电荷摊到的表观质量"。质谱图的横坐标总是 m/z 而非质量本身：仪器测量的是离子在电磁场中的运动，而运动只对"质量除以电荷"这一组合敏感。单电荷离子（z = 1）的 m/z 数值上等于离子质量；多电荷离子则须先确定 z 才能还原真实质量（见式 5.3-2 与 5.3-3）。
三段之外的另一项共性要求是真空。从离子源出口到检测器，离子要在米量级的路径上不受干扰地飞行，而常压空气中分子的数密度极高：以氮气计，常压下离子的平均自由程仅约 70 nm（数量级估计），离子出射瞬间即被碰撞散射、减速乃至中和，根本谈不上按 m/z 分离。把腔体抽至高真空（分析区典型 10⁻⁶ mbar 量级）后，平均自由程按气压反比放大约九个数量级，达到数十米，远超仪器内部的飞行路径，离子才可能完整抵达检测器。因此"真空度"直接决定灵敏度与分辨率，是质谱仪体积、造价与维护成本的主要来源之一。电喷雾是少数例外：电离在大气压下进行，离子随后经多级差动抽气接口被逐步送入高真空的分析区。
| 质量分析器 | 分离原理 | 分辨本领（量级） | 特点与典型角色 |
|---|---|---|---|
| 飞行时间（TOF） | 所有离子经同一电场加速获得相同动能，按速度分离，t ∝ √(m/z)；反射模式以静电"离子镜"做能量聚焦 | 线性约 10³；反射约 10⁴ | 质量范围理论上不限，脉冲采样，与 MALDI 搭配做肽质量指纹；Q-TOF 中充当第二级分析器 |
| 四极杆（Q） | 射频与直流组合场构成质量过滤器：仅特定 m/z 的离子保持稳定轨道通过 | 约 10³（单位质量分辨） | 扫描与切换快、选择性好；三重四极杆的 Q1/Q3，是选择反应监测定量的主力 |
| 离子阱（3D/线性） | 离子储存于射频阱内，按 m/z 依次共振逐出检测 | 约 10³–10⁴ | 灵敏度高、结构紧凑，可在时间维度上实现多级碎裂（MSⁿ），属"时间上串联" |
| Orbitrap | 离子围绕中心电极作轴向简谐振荡，振荡频率 ∝ √(z/m)，由镜像电流经傅里叶变换读出 | 10⁵ 量级 | 高分辨与亚 ppm 级质量准确度；与离子阱或四极杆组合成为高通量蛋白质组学主流平台 |
表中数值为量级估计，具体随仪器配置与扫描速度而变。就时代坐标作一标注：Orbitrap 的静电轨道离子阱原理由 Makarov（2000）提出，2005 年由 Thermo Electron 推出首台商用整机（LTQ Orbitrap），恰在本书所依据原书第三版（2009 年）出版前后，此后十余年间它与 Q-TOF 一起成为"鸟枪法"蛋白质组学的两大主力平台。本教程按原书框架以 MALDI-TOF 与 LC-MS/MS 为主线叙述原理，读者应知这一叙述口径形成于高分辨仪器全面普及的转折期（Gibson & Muse, 2009；Aebersold & Mann, 2003）。
分辨本领与质量准确度。分辨本领常以 R = m/Δm 度量，Δm 为恰可分辨的两等高峰的间距（具体口径随定义而略有差异）；质量准确度以百万分率表示：(m测 − m理)/m理 × 10⁶。表 5.3-1 中的量级差异直接决定用途：低分辨仪器只能读出"约多少道尔顿"，高分辨仪器则能把 128.095（Lys 残基）与 128.059（Gln 残基）分开。对 5.4 节的数据库检索而言，质量准确度每提高一个数量级，候选肽段的空间就缩小约一个数量级——这是反射式 TOF 与 Orbitrap 的核心竞争力所在。
5.3.2 基质辅助激光解吸电离与飞行时间称量
要让蛋白质或肽段这样的大分子进入气相并带电，历史上曾是质谱应用于生命科学的最大障碍：加热汽化会直接打碎共价骨架，电子轰击等硬电离方法同样产生碎片而非分子离子。突破发生在 1980 年代末：Karas 与 Hillenkamp（1988）以及田中耕一等（Tanaka et al., 1988）几乎同时报告，只要让合适的"基质"居间吸收激光能量，生物大分子就能温和地汽化并离子化——这就是基质辅助激光解吸电离(matrix-assisted laser desorption/ionization, MALDI)。
制样环节决定了 MALDI 的行为：将分析物与大量基质混合点在金属靶盘上，干燥后形成共结晶；基质是摩尔量过剩（约 10³–10⁴ 倍）的小分子有机酸，肽段分析常用 α-氰基-4-羟基肉桂酸（CHCA），蛋白常用芥子酸，另有多巴胺二羟苯甲酸类等选择。脉冲激光（常用氮激光 337 nm）照射靶点时，起作用的是基质的两重身份：其一，基质是激光的吸收体与"挡箭牌"——它强烈吸光、率先汽化，把能量以晶格升温与微区爆发的形式带走，使分析物免于直接受辐照而解离；其二，基质是能量缓冲与质子供体——在急剧膨胀的基质等离子体微环境中，分析物分子彼此隔离、被温和地裹挟进入气相，同时完成质子转移，生成以 [M+H]⁺ 为主的分子离子。"软"字的全部含义即在于此：能量沉积在基质而非分析物的内能上，分子离子基本保持完整（Tanaka et al., 1988；Karas & Hillenkamp, 1988）。
MALDI 的天然搭档是飞行时间分析器(time-of-flight analyzer, TOF)。离子经加速电场获得相同动能后进入真空漂移管：质量小或电荷高者速度快、先到检测器；质量大者后到。由动能定理 ½mv² = zUe 立即得到飞行时间与质荷比的关系：
线性模式的分辨受限于离子的初始动能分散：同一物种的离子以略有差异的初速度进入漂移区，到达时间展宽、谱峰变宽。反射模式(reflectron mode)在漂移管末端设置一组电位渐增的栅网构成"离子镜"：动能稍大的离子进入反射场更深、折返路径更长，恰能补偿其速度优势，不同动能的离子在检测器处重新汇聚（能量聚焦），分辨率较线性模式约提高一个数量级，代价是可测质量范围与部分灵敏度。MS¹ 中 MALDI 产生的离子几乎全部为单电荷 [M+H]⁺（多电荷峰弱，常以虚峰示意），因此 m/z 数值上就约等于分子量加一个质子——谱图横轴可以直接读作分子量，干净而直观（图 5.3-1）。这一性质使 MALDI-TOF 成为肽质量指纹分析（5.4 节）的标准配置：一张谱给出整组肽段的质量，恰好构成检索数据库的"指纹"。它对样品中的盐与微量去污剂也相对宽容，且点靶与拍照式采集通量高；不足是定量线性一般、动态范围有限（Gibson & Muse, 2009；Aebersold & Mann, 2003）。
习题 5.3-1
某线性 MALDI-TOF 仪器加速电压 U = 20 kV，漂移区长度 L = 1.0 m。忽略离子的初始动能与加速区耗时，估算 m/z = 1000 的单电荷离子（z = 1）的飞行时间；并据此说明 m/z = 2000 的离子比它晚到多少。（提示：1000 Da ≈ 1.6605×10⁻²⁴ kg，e = 1.602×10⁻¹⁹ C。）
参考解答由式 (5.3-1)：v = √(2zUe/m) = √(2 × 2.0×10⁴ × 1.602×10⁻¹⁹ / 1.6605×10⁻²⁴) ≈ 6.2×10⁴ m/s；t = L/v ≈ 1.0 / 6.2×10⁴ ≈ 1.6×10⁻⁵ s，约 16 μs。因 t ∝ √(m/z)，m/z = 2000 者的飞行时间为前者的 √2 ≈ 1.41 倍，约 22.8 μs，即晚到约 6.6 μs。可见 TOF 的时间尺度在微秒量级，电子学上完全可以精确计时；而质量比若为 4 倍，时间仅延长 2 倍——质量信息被"压缩"在时间的平方根里，这也是对计时精度要求极高的原因。
5.3.3 电喷雾电离：从液相到多电荷离子
电喷雾电离(electrospray ionization, ESI)与 MALDI 的出发点不同：它直接从液相产生离子，因此与高效液相色谱存在天然的接口——色谱柱的流出液本身就是电喷雾的供液（Fenn et al., 1989）。具体过程可以分三级描述。第一级，喷雾：毛细管出口对待地靶加 2–4 kV 高压（正离子模式），强电场使液面变形为尖细的泰勒锥(Taylor cone)，锥顶超过表面张力阈值后喷射出带正电的细液流并随即碎裂为带电雾滴。第二级，去溶剂化：雾滴在逆流干燥气与温热毛细管中蒸发，体积缩小而表面电荷密度持续升高。第三级，库仑分裂与"蒸发残骸"：当电荷间斥力达到瑞利极限(Rayleigh limit)，雾滴发生非对称破裂，子液滴重复"蒸发—分裂"循环，最终剩下的只是裹着若干质子的分析物分子——一个多电荷气相离子。流动相中的质子（酸性体系）与碱性侧链（Arg、Lys、His 及 N 端氨基）是质子的主要载体。
多电荷是 ESI 最重要的谱学后果。质量为 M、结合 z 个质子的离子，其质荷比为：
对肽段而言，ESI 常见电荷态为 z = 2–4（2+ 与 3+ 居多）；对完整蛋白则可达数十。其价值在于把"称不动"的大分子拉进普通分析器的量程：四极杆与离子阱的常规量程上限约 m/z 2000–4000，一个 50 000 Da 的蛋白带上 30 个电荷后，表观 m/z 仅约 1668——分子量被"除以电荷数"后顺利落进窗口。MALDI 与 ESI 由此形成分工：前者单电荷、谱图直观、适配靶盘点样；后者多电荷、连续离子流、适配色谱洗脱，复杂肽段混合物先经 LC 按保留时间分批"入场"，再逐一流入质谱，构成 LC-MS/MS 鸟枪法的骨架。
多电荷也带来新的读谱任务：同一个分子会因 z 不同而成族出现，形成一串峰距渐缩的电荷包络(charge envelope)。解读的钥匙是相邻两峰的电荷数恰相差 1，据此可由任意相邻峰对解出电荷并还原分子质量：
这一由谱读质的过程称为去卷积（deconvolution），现代软件自动完成，但式 (5.3-3) 的逻辑是其全部基础。电荷包络的形状还携带构象信息：伸展变性蛋白暴露更多可质子化位点，电荷态整体上移；二硫键完整的紧密蛋白则集中在较低电荷——谱形因此可在一定程度上反映溶液状态（Fenn et al., 1989；Aebersold & Mann, 2003）。
习题 5.3-2
某多肽的 ESI 谱中出现相邻两个电荷态峰，分别位于 m/z 1001.0 与 m/z 910.1（后者电荷数高一级）。求两峰各自的电荷数与该多肽的分子质量；另有一双电荷肽段峰位于 m/z 645.85，其单同位素分子质量是多少（mH = 1.00728 Da）。
参考解答由式 (5.3-3)：z = (910.1 − 1.00728) / (1001.0 − 910.1) = 909.09 / 90.9 ≈ 10.0，故 m/z 1001.0 峰为 10+、910.1 峰为 11+。代回 M = z(m − mH) = 10 × (1001.0 − 1.00728) ≈ 9999.9 Da，即约 1.0×10⁴ Da。第二问：M = 2 × (645.85 − 1.00728) ≈ 1289.7 Da。可见同一台量程有限的仪器，借助多电荷即可覆盖从肽段到蛋白的质量范围。
软电离革命与 2002 年诺贝尔化学奖。该年度奖项的主题是"生物大分子的鉴定与结构分析方法"：一半授予 John B. Fenn（电喷雾电离）与田中耕一（软激光解吸），表彰二人发展的软解吸电离方法使质谱分析生物大分子成为可能；另一半授予 Kurt Wüthrich，表彰其将核磁共振波谱学用于测定生物大分子的溶液三维结构——三项工作同属一个主题，授奖表述值得完整记住。田中耕一等（1988）在《Rapid Communications in Mass Spectrometry》的论文中，以钴超细粉末分散于甘油的基质配合 337 nm 氮激光解吸，测得肌红蛋白、溶菌酶等高达 m/z 100 000 的蛋白信号；几乎同时，Karas 与 Hillenkamp（1988）提出以有机小分子固体基质吸收激光的方案，即后来的 MALDI。Fenn 等（1989）则在《Science》系统展示了电喷雾产生的多电荷蛋白离子。至此，"生物大分子无法进入质谱"这一持续近百年的障碍被移除，蛋白质组学获得了它的称量工具，5.4 节的鉴定策略方才成为可能。
5.3.4 串联质谱：选择、碎裂与再分析
只有质量常常不够：不同序列的肽段可能质量相同或相近（同量异序肽段），单凭一级质谱无法分辨；要读出序列，需要把肽段"拆开再看"。这就是串联质谱(tandem mass spectrometry, MS/MS)：在仪器内完成"选出一个离子—把它碎裂—分析碎片"三步（Hunt et al., 1986；Steen & Mann, 2004）。以空间串联的三重四极杆为例，三步各占一段：Q1（四极杆质量过滤器）在一级谱中选出目标母离子(precursor ion)，选择窗口典型约 1 Da；q2 为碰撞池，充入氩或氮气，母离子与之多次碰撞，动能转化为内能，导致骨架断裂，即碰撞诱导解离(collision-induced dissociation, CID)；Q3（四极杆或 TOF）对碎片逐一扫描，得到子离子谱。Q-TOF 机型以 TOF 替代 Q3 获得高分辨子离子谱；离子阱与 Orbitrap 则在同一阱内先后完成选择、碎裂与再分析，属于"时间上串联"，还可多级碎裂（MSⁿ）。
CID 下肽段的碎裂具有惊人的规律性。低能碰撞中，质子化的肽键（酰胺键）最易断裂，断裂后电荷落在 N 端片段上称为 b 离子(b ion)，落在 C 端片段上称为 y 离子(y ion)；一条肽的每个肽键都可能断，于是得到 b₁, b₂, b₃, … 与 y₁, y₂, y₃, … 两族互补系列（图 5.3-2）。规律的核心是：相邻 b（或相邻 y）离子的质量差，恰等于一个氨基酸残基的质量。例如两峰相差约 71.04 Da，中间就是一个 Ala；相差 87.03 Da 是 Ser；相差 57.02 Da 是 Gly（最小的残基）。像读阶梯一样把差值依次读下去，就得到肽段的氨基酸序列（表 5.3-2）。两个经典盲点须记：Leu 与 Ile 互为同分异构体，残基质量同为 113.084 Da，CID 谱无法区分；Lys（128.095）与 Gln（128.059）仅差 0.036 Da，须高分辨仪器或附加证据（如赖氨酸末端与胰酶切点的一致性）方能分辨（Steen & Mann, 2004）。
| 残基（缩写） | 残基质量（Da） | 备注 |
|---|---|---|
| Gly（G） | 57.021 | 最小残基 |
| Ala（A） | 71.037 | — |
| Ser（S） | 87.032 | 常见磷酸化位点（磷酸化后 +79.966） |
| Pro（P） | 97.053 | 紧随 K/R 时抑制胰酶切割（见 5.3.5） |
| Val（V） | 99.068 | — |
| Leu / Ile（L/I） | 113.084 | 同分异构体，CID 谱无法区分 |
| Lys（K） | 128.095 | 与 Gln（128.059）仅差 0.036 Da |
| Arg（R） | 156.101 | 胰酶切点残基，侧链碱性最强 |
表中为氨基酸缩合失水后的残基质量；换算离子 m/z 时还须加端基：b 离子在残基质量之和上加一个质子（+1.008），y 离子加端基水与质子（+19.018）。全部 20 种残基的质量为各检索软件的内置常数（Steen & Mann, 2004）。
习题 5.3-3
某 MS/MS 谱给出连续的 y 离子峰：y₁ = 175.120、y₂ = 246.156、y₃ = 359.240、y₄ = 446.272（单同位素，Da）。请读出该肽段 C 端起的前四个残基（所需残基质量见表 5.3-2：Arg 156.101、Ala 71.037、Leu/Ile 113.084、Ser 87.032、Gly 57.021），并说明这套数据无法给出哪些信息。
参考解答先验证 y₁：156.101 + 19.018 = 175.119 ≈ 175.120，故 C 端第一个残基为 Arg。逐级作差：y₂ − y₁ = 71.036，为 Ala；y₃ − y₂ = 113.084，为 Leu 或 Ile（无法区分）；y₄ − y₃ = 87.032，为 Ser。C 端起读作 …Ser–(Leu/Ile)–Ala–Arg。这套数据不给出的信息：Leu 与 Ile 不能分辨；更靠 N 端的残基（y₄ 之前）无从得知，须继续读 y₅、y₆…或改读 b 系列；此外 b 与 y 的指认依赖谱峰归属，若存在中性丢失或两族重叠，还需借助互补对校验（bₙ 与互补 y 离子之和应为 M + 2H⁺）。
CID 并非唯一的碎裂方式，不同碎裂机制的产物谱特性互补，现代仪器常备多种。CID（含离子阱内的共振激发）产生经典 b/y 谱，但对易碎的翻译后修饰不友好——例如磷酸化的 Ser/Thr 常以中性丢失 H₃PO₄（98 Da）优先脱落，使定位信息受损；电子转移解离(ETD)以自由基阴离子向多电荷肽转移电子引发解离，保留不稳定修饰、产生 c/z 型碎片，与 CID 恰成互补；Orbitrap 仪器上的高能碰撞解离(HCD)属束型碎裂，低质量端无截止，兼容同位素标记的报告离子（5.5 节）。
三重四极杆还提供了几种以"筛"代"读"的扫描模式，服务于 targeted 分析：子离子扫描（product ion scan）固定母离子、扫描全部碎片，即通常的测序模式；母离子扫描（precursor ion scan）反过来固定某个特征子离子、找出能产生它的所有母离子，例如以磷酸酯特征碎片筛磷酸肽；中性丢失扫描（neutral loss scan）同步扫描母、子离子并保持恒定质量差，如跟踪 98 Da 的 H₃PO₄ 丢失检出磷酸化 Ser/Thr 肽段；选择反应监测（SRM，多重并行称 MRM）则只监测预先选定的母-子离子对，把全部循环时间花在目标上，灵敏度最高——对磷酸化肽段等经富集后的靶向验证与定量，SRM 思想是基本框架（Aebersold & Mann, 2003；Domon & Aebersold, 2006）。
5.3.5 面向质谱的肽段化学：酶切、还原与烷基化
质谱分析蛋白几乎总是从"切成肽段"开始：完整蛋白的分子量只是一个粗线索，而肽段的精确质量与碎裂谱才携带序列信息。承担切割的是胰蛋白酶(trypsin)，它的特异性近乎绝对——只在 Lys（K）与 Arg（R）的 C 端切断肽键，唯一的例外是切点后紧随 Pro（P）时切割受阻。对典型哺乳动物蛋白质的序列组成而言，K/R 约平均每 9–10 个残基出现一次，因此酶切产物以约 700–3000 Da、平均 1000 Da 上下的肽段为主，恰落在 MALDI-TOF 与 LC-MS/MS 的最佳质量窗口内。
胰蛋白酶之所以成为标准酶，是四条理由的叠加。其一，特异性可预测：切点规则确定，数据库中任何序列的"理论酶切肽段"都可预先算出，这是 5.4 节检索的前提；其二，肽长适中：太短则质量无特异性、太长则碎裂谱难解读，胰酶肽段恰在两者之间；其三，利于电离与碎裂：肽段 C 端的 Lys/Arg 碱性侧链在正离子模式中易保留质子，电离效率高，且碎裂时倾向生成连贯的 y 离子系列，正合测序之需；其四，实用性好：酶稳定、廉价，胶内与溶液内消化均成熟。其他蛋白酶（Lys-C、Glu-C、糜蛋白酶等）常作为补充，用于覆盖胰酶肽段盲区或获得重叠肽段。
自凝胶到肽段：变性—还原—烷基化—酶切的标准序列。（1）变性：以 6–8 M 尿素或盐酸胍展开蛋白三级结构，暴露酶切位点；（2）还原：DTT 或 TCEP 断开二硫键；（3）烷基化：碘乙酰胺（IAM）与游离半胱氨酸的巯基反应，引入 +57.0215 Da 的碳酰胺甲基(carbamidomethyl)修饰，防止二硫键重新形成、改善酶切与质谱行为，该质量偏移在数据库检索中登记为"固定修饰"；（4）将变性剂稀释至 1–2 M 后加入胰酶，37 °C 温育过夜，缓冲液用挥发性好、不含伯胺的碳酸氢铵，以免干扰后续 LC-MS。烷基化与还原必须在酶切之前完成，游离半胱氨酸若不封闭，会在分析过程中重新氧化，使同一肽段裂变为多个质量形式。
三个常见缺陷须防范：角蛋白污染（毛发、皮屑与毛织物是主要来源，操作全程戴手套、用洁净器皿）；漏切位点（missed cleavage，K/R 后未被切断，检索时通常允许 1–2 个）；烷基化不彻底或过度（出现 ±57.02 Da 的副峰簇，干扰峰指认）。
至此可以预告两条鉴定路线的分工，细节在下一节展开：其一，以 MALDI-TOF 测得整组胰酶肽段的质量集合，与数据库的理论酶切质量比对，即肽质量指纹（PMF）——本节的式 (5.3-1) 与单电荷性质是其全部测量基础；其二，以 LC-MS/MS 逐段获取 b/y 碎裂谱，由序列标签或从头测序直接读出序列——本节的碎裂规律与残基质量表是其阅读工具。前者快而廉，依赖完整基因组序列；后者通用而信息量大，是当今鸟枪法的主力。两条路线共同的前置条件，正是本节交代的样品化学（Gibson & Muse, 2009；Aebersold & Mann, 2003；Domon & Aebersold, 2006）。
关键术语
- 质谱 (mass spectrometry, MS)
- 以气相离子的质荷比为横坐标、强度为纵坐标记录谱图的仪器分析方法。
- 质荷比 (mass-to-charge ratio, m/z)
- 离子质量与电荷数之比，质谱测量的直接物理量。
- 软电离 (soft ionization)
- 使生物大分子在电离与气化过程中基本保持完整的电离方式，以 MALDI 与 ESI 为代表。
- 基质辅助激光解吸电离 (MALDI)
- 基质吸收激光并携带分析物温和汽化、完成质子转移的电离方法，离子以单电荷为主。
- 电喷雾电离 (ESI)
- 由带电液滴经去溶剂化与库仑分裂产生多电荷气相离子的电离方法，天然衔接液相色谱。
- 飞行时间分析器 (time-of-flight analyzer)
- 相同动能下按速度差异分离离子，飞行时间 t 正比于 √(m/z)。
- 反射器 (reflectron)
- 漂移管末端的静电离子镜，以动能依赖的路径补偿实现能量聚焦、提高分辨率。
- 电荷包络 (charge envelope)
- 同一分子不同电荷态形成的峰族，相邻峰距可反推电荷数与真实分子量。
- 串联质谱 (tandem mass spectrometry, MS/MS)
- 母离子选择、诱导碎裂与子离子分析的组合，可获取序列信息。
- 碰撞诱导解离 (CID)
- 母离子与惰性气体碰撞获得内能而碎裂，肽段主链主要产生 b/y 离子。
- b 离子与 y 离子 (b and y ions)
- 肽键断裂后分别保留 N 端与 C 端的互补碎片系列，相邻峰差等于残基质量。
- 碳酰胺甲基化 (carbamidomethylation)
- 碘乙酰胺对游离半胱氨酸的烷基化，固定质量偏移 +57.0215 Da。
参考文献与延伸阅读
- Gibson G, Muse SV. 2009. A Primer of Genome Science, 3rd ed. Sunderland (MA): Sinauer Associates. (Chapter 5)
- Tanaka K, Waki H, Ido Y, Akita S, Yoshida Y, Yoshida T. 1988. Protein and polymer analyses up to m/z 100 000 by laser ionization time-of-flight mass spectrometry. Rapid Communications in Mass Spectrometry 2: 151–153.
- Karas M, Hillenkamp F. 1988. Laser desorption ionization of proteins with molecular masses exceeding 10 000 daltons. Analytical Chemistry 60: 2299–2301.
- Fenn JB, Mann M, Meng CK, Wong SF, Whitehouse CM. 1989. Electrospray ionization for mass spectrometry of large biomolecules. Science 246: 64–71.
- Hunt DF, Yates JR III, Shabanowitz J, Winston S, Hauer CR. 1986. Protein sequencing by tandem mass spectrometry. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 83: 6233–6237.
- Aebersold R, Mann M. 2003. Mass spectrometry-based proteomics. Nature 422: 198–207.
- Steen H, Mann M. 2004. The ABC's (and XYZ's) of peptide sequencing. Nature Reviews Molecular Cell Biology 5: 699–711.
- Makarov A. 2000. Electrostatic axially harmonic orbital trapping: a high-performance technique of mass analysis. Analytical Chemistry 72: 1156–1162.
- Domon B, Aebersold R. 2006. Mass spectrometry and protein analysis. Science 312: 212–217.